Алгоритм очистки и обеззараживания аппаратов ингаляционного наркоза и искусственной вентиляции легких (ИВЛ). Современные проблемы науки и образования Алгоритм проведения обработки наркозно дыхательной аппаратуры

Факт обсеменения наркозных аппаратов и аппаратов ИВЛ патогенной микрофлорой и возможность перекрестного инфицирования больных очевидны. Основное или сопутствующее заболевание также способствует снижению сопротивляемости организма. Доказано отрицательное влияние продленной ИВЛ на состояние слизистой оболочки дыхательных путей и активность мерцательного эпителия. Перекрестное инфицирование и различные предрасполагающие факторы увеличивают опасность возникновения инфекционного процесса, что определяет необходимость в очистке и обеззараживании наркозно-дыхательной аппаратуры.

При проведении предварительной очистки уменьшается количество патогенных микроорганизмов, удаляются пирогенные вещества, кусочки тканей и органические остатки, которые могут быть токсичными или препятствуют процессу дезинфекции. Для предварительной очистки применяются самые разнообразные моющие средства. Широко используется 0,5% раствор перекиси водорода, который является хорошим окислителем, в сочетании с современными синтетическими моющими средствами (“Новость”, “Прогресс”, “Сульфанол“ и т.п.). Перечисленные средства обладают высокой очищающей способностью, не влияют на качество стекла, металла, пластмасс, резины, легко смываются. При температуре 50 о С их активность значительно возрастает.

Промытые под проточной водой детали аппаратов замачивают в свежеприготовленном моющем растворе в течение 15-20 мин. Затем ватно-марлевыми тампонами моют отдельно каждую деталь. Тампоны используют однократно. Вымытые детали прополаскивают в проточной и ополаскивают в дистиллированной воде. Затем их протирают медицинским спиртом. После этого все предметы должны быть выложены на стерильную простыню и тщательно высушены. Этим методом можно снизить бактериальное обсеменение более чем в тысячу раз.

При последующей дезинфекции учитывается, из какого материала изготовлены детали аппарата. Для термостойких материалов самым простым методом дезинфекции является кипячение в течение 30-35 мин в дистиллированной воде с добавлением гидрокарбоната натрия (20 г/л) или стерилизация в автоклаве водяным паром при 134 °С. Для нетермостойких материалов лучше использовать химическую дезинфекцию с применением одного из следующих средств: 3% раствора перекиси водорода (экспозиция 80 мин), 3% раствора формальдегида (экспозиция 80 мин), или одного из официнальных дезинфицирующих растворов (“Аламинол”, “Лизетол” и т. п.). При обсеменении микобактериями туберкулеза экспозицию увеличивают до 2 ч, а при обсеменении возбудителем столбняка или газовой гангрены - до 4 ч. Температура дезинфицирующих растворов должна быть не ниже 18 °С. После дезинфекции все детали должны быть промыты стерильной дистиллированной водой и высушены. Хранить их следует в стерильных условиях.

Больше всего обсеменению микроорганизмами подвержены те части аппаратов, через которые постоянно проходит выдыхаемая газовая смесь. В результате микробы оседают на всех присоединительных элементах, коннекторах, гофрированных шлангах, которые следует дезинфицировать по описанной методике после каждого использования.

Наружные поверхности аппаратов подлежат ежедневной очистке водой с моющими средствами. Особенно тщательно следует чистить места около кнопок, вентилей, кранов и ручек. Окончательная обработка - протирка салфетками из марли, смоченными 1% раствором хлорамина. Если аппарат использовался у инфицированного больного, то после использования (или ежедневно при продолжительном применении) аппарат незамедлительно должен быть вымыт 3% раствором перекиси водорода с моющим средством, а затем тщательно двукратно обработан 1% раствором хлорамина с интервалом между протираниями 10-15 мин.

Дезинфекция аппаратов в собранном виде осуществляется парами формальдегида. После мытья присоединительных элементов и шлангов аппараты собирают и к тройнику пациента присоединяют емкость с 10% раствором формальдегида. Емкость ставят на электронагревательный прибор и доводят раствор до кипения; при этом пары формальдегида непрерывно поступают в аппарат. Экспозиция составляет 60 мин, а при инфицировании микобактериями туберкулеза - 90 мин. Нейтрализацию паров формальдегида производят, подключая к аппарату тем же способом емкость с 10% раствором аммиака (экспозиция - 30 мин). Затем аппарат продувают воздухом в течение 30-50 мин. Минутный объем вентиляции при обеззараживании аппаратов в собранном виде должен быть не менее 20 л/мин.

Очистка и обеззараживание наркозно-дыхательной аппаратуры требует достаточно много времени и специально выделенного персонала. Описанными методами можно обойтись в хирургических стационарах и отделениях интенсивной терапии малой и средней мощности. В больших многопрофильных хирургических клиниках все большее применение находят специальные дезинфицирующие камеры с большой пропускной способностью. В качестве примера можно привести дезинфицирующую камеру «Aseptor 8800» фирмы Dräger (Германия). Это полностью автоматизированная камера для дезинфекции крупных медицинских аппаратов, включая наркозные аппараты и респираторы. В качестве дезинфицирующего средства служит формальдегид. В каждой камере можно одновременно дезинфицировать 2-5 аппаратов в собранном виде. Одновременно происходит обеззараживание не только поверхности аппаратов, но и внутренних просветов патрубков, шлангов, мешков и т. д. Формальдегид нейтрализуется аммиаком, а затем камера “продувается” воздухом. Таким образом, всего за 40-120 мин один человек может провести обеззараживание нескольких аппаратов.

Контроль за эффективностью качества очистки комплектующих изделий из органических соединений осуществляют путем постановки различных проб (бензидиновая, фенолфталеиновая). Контроль обеззараживания проводят путем смыва с внутренних поверхностей масок, коннекторов, шлангов, воздуховодов и т. п. с последующим посевом на питательные среды на предмет наличия патогенной флоры.

4.5. Инкубаторы и открытые реанимационные системы (ОРС). Поддержание оптимального микроклимата - одно из основных требований при лечении недоношенных детей и новорожденных высокой степени риска. Известно, что даже незначительный холодовой стресс снижает выживаемость младенцев. Поэтому необходимо поддерживать нейтральную температуру окружаещей Среды, при которой для сохранения нормальной температуры тела требуется минимальный уровень потребления кислорода. Ориентировочные значения нейтральной температуры окружающей среды представлены в табл. 4.7.

Табл. 4.7. Значения нейтральной температуры (С о )
	Масса тела (г)
0-12 часов
26-96 часов
4-14 суток

Для поддержания микроклимата при выхаживании новорожденных используются инкубаторы и открытые реанимационные системы (Рис. 4.20.)

Инкубатор - это закрытая пластиковая камера в которой контролируется и поддерживается температура ребенка, температура и влажность воздуха, концентрация кислорода дыхательной смеси. Кроме того, в инкубаторе имеются устройства и приспособления, обеспечивающие проведение различных лечебно-диагностических манипуляций (взвешивание, изменение положения тела, проведение фототерапи, рентгенографии и др.).

В инкубаторе температура тела обычно поддерживается с помощью системы сервоконтроля, при этом температурный датчик фиксируется на коже ребенка. Идеальным местом фиксации датчика является левое подреберье. Не следут закреплять датчик над ребрами или областью печени, так как это может привести как к охлаждению, так и к перегреванию ребенка.

Система сервоконтроля обеспечивает высокоточное ( 0.1 о С) поддержание температуры, однако она имеет и свои недостатки. Автоматический контроль маскирует изменения температуры тела при инфекционных заболеваниях, а при отклеивании датчика возможно перегревание ребенка.

Современные инкубаторы позволяют достаточно точно контролировать влажность воздуха, что особенно важно при выхаживании недоношенных детей. Так если для новорожденных с массой тела более 1500 г обычно достаточно поддерживать относительную влажность на уровне 50-70%, то для детей с экстремально низкой массой тела необходима влажность порядка 90-95% , что позволяет сократить объем неощутимых потерь жидкости.

При отсутствии нарушений герметичности (закрытые окошки), в инкубаторе может автоматически поддерживаться необходимая ребенку концентрация кислорода в дыхательной смеси. Все установленные параметры микроклимата контролируются встроенной мониторной системой.

Кроме стационарных выпускаются и транспортные модели инкубаторов. Это полностью автономные устройства, имеющие собственные источники энергообеспечения, газоснабжения, аппараты для искусственной и вспомогательной вентиляции легких, инфузионной терапии, мониторные приборы и т.д. Транспортные инкубаторы позволяют минимизироватьопасность транспортировки новорожденных, особенно при перевозке на большие расстояния и в неблагоприятных климатических условиях.

Открытые реанимационные системы (Рис. 4.21.) с источником лучистого тепла имеют свои преимущества - облегчается доступ к ребенку при проведении большого количества лечебно-диагностических манипуляций, уменьшаются колебания температуры и влажности в процессе лечения, как это бывает при частом открывании окошек инкубатора. При выхаживании новорожденных в ОРС нередко используют пластиковый экран или прозрачное пластиковое обдеяло, которые позволяют существенно уменьшить неощутимые потери жидкости у ребенка.

1

Одной из сложнейших задач неонатологии - предупреждение инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи, в отделениях реанимации и интенсивной терапии (ОРИТ) при выхаживании недоношенных новорожденных с экстремально низкой и очень низкой массой тела. Оказание медицинской помощи данному контингенту пациентов требует высокой ответственности медицинского персонала ОРИТ по соблюдению принципов асептики и антисептики при проведении манипуляций, связанных с нарушением целостности кожных покровов и слизистых оболочек. В статье обсуждаются методики обработки кувезов и наркозно-дыхательной аппаратуры, как многокомпонентного оборудования, содержащего синтетические материалы, требующих деликатных методов обеззараживания, и даются рекомендации по их применению с учетом требований нормативных документов и накопленного практического опыта.

стерилизация

дезинфекция

наркозно-дыхательная аппаратура

недоношенные новорожденные

отделение реанимации и интенсивной терапии

связанные с оказанием медицинской помощи

инфекции

1. Брусина Е.Б. Теоретические, методические и организационные основы эпидемиологического надзора за госпитальными гнойно-септическими инфекциями в хирургии (эпидемиологические, клинические, и микробиологические исследования): Автореф. дисс. док. мед. наук. – Омск, 1996. - 46 с.

2. Брусина Е.Б. Эпидемиология инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи в отделениях реанимации и интенсивной терапии // Главная медицинская сестра. - 2014. - № 2. – С. 49–55.

3. Детские болезни. Учебник. Т. 1. Неонатология / Под ред. Н.Н. Володина, Ю.Г. Мухиной, Ю.Г. Чубаровой. – М., 2011.

4. Методические указания по дезинфекции кувезов для недоношенных детей. Приложение № 7 к приказу МЗ СССР № 440 от 20.04.1983 г. - М., 1983.

5. Неонаталогия. Национальное руководство. Краткое издание. / Под ред. акад. РАМН Н.Н. Володина. М.: ГЭОТАР-Медиа, 2013.

6. Парыгина О.Н. О совершенствовании системы эпидемиологического контроля инфекционной заболеваемости новорожденных в стационарах второго этапа выхаживания / Парыгина О.Н., Обухова Т.М., Турчанинов Д.В. // Современные проблемы науки и образования. - 2011. - № 6. - С. 5.

7. Покровский В.И., Акимкин В.Г., Брико Н.И. и др. Национальная концепция профилактики инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи, утв. 06.11.2011. – Н.Новгород, 2012. - 84 с.

8. Приказ МЗ СССР № 720 «Об улучшении медицинской помощи больным с гнойно-хирургическими заболеваниями и усилении мероприятий по борьбе с внутрибольничной инфекцией» от 31.07.1978 г. - М., 1978.

9. Ракитин А.В. Оценка эффективности и качества дезинфекционных и стерилизационных мероприятий в системе эпидемиологического надзора за госпитальными гнойно-септическими инфекциями в акушерских стационарах: Автореф. дисс. канд. мед. наук. – Омск, 2000. - 19 с.

10. СанПиН 2.1.3.2630-10 Санитарно-эпидемиологические требования к организациям, осуществляющим медицинскую деятельность. – М., 2010.

11. СанПиН 2.1.7.2790-10 Санитарно-эпидемиологические требования к обращению с медицинскими отходами. – М., 2010.

12. Сестринский уход и интенсивная терапия в неонатологии. Сб. материалов для медицинских сестер отделения новорожденных: Методические указания / Под ред. Пшеничникова В.К. - СПб.: ООО «Береста», 2013. – С. 296.

13. Стасенко В.Л. Научные, методические и организационные основы профилактики внутрибольничных инфекций в стационарах для новорожденных детей (второй этап выхаживания): Автореф. дисс. докт. мед. наук. – Омск, 2004. - 39 с.

14. Шандала М.Г., Алёшкин В.А., Селькова Е.П., Пантелеева Л.Г. и др. Эпидемиологические и дезинфектологические обоснования рационального выбора методов, средств и режимов дезинфекции и стерилизации в лечебно-профилактических учреждениях: Рекомендации для медицинских работников. – М., 2006. - 38 с.

15. Шестопалов Н.В., Пантелеева Л.Г., Соколова Н.Ф., Абрамова И.М., Лукичев С.П. Федеральные клинические рекомендации по выбору химических средств дезинфекции и стерилизации для использования в медицинских организациях. – М., 2015. - 56 с.

В Национальной концепции профилактики инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи, большое значение придается совершенствованию дезинфекционно-стерилизационных мероприятий в медицинских организациях, в том числе в неонатологии . Прошло более 30 лет с момента выхода приказов МЗ СССР, которыми регламентированы методы и средства обеззараживания кувезов , обеззараживания и стерилизации аппаратов искусственной вентиляции легких . С 1980-х гг. значительно пополнился перечень средства дезинфекции, введены новые методики химической деконтаминации медицинских изделий: дезинфекция высокого уровня, совмещение дезинфекции и предстерилизационной очистки в один этап, широкое использование ультразвуковых установок для повышения качества очистки от биологической и механической нагрузки, для дезинфекции медицинских изделий . Естественно, новые требования и технологии нашли свое применение и в неонатологии. Современные условия требуют новых походов к проведению дезинфекционных мероприятий, что нашло свое отражение в Санитарных правилах .

С переходом России на новые критерии жизнеспособности плода, принятые ВОЗ (вес недоношенного новорожденного от 500 г), резко увеличилось количество недоношенных малышей с экстремально низкой массой тела (ЭНМТ) и очень низкой массой тела (ОНМТ), что потребовало разработки высоких технологий по их выхаживанию, создания перинатальных центров, оснащения отделений реанимации и интенсивной терапии новорожденных (ОРИТН) и патологии новорожденных и недоношенных (ОПНН) перинатального центра для оказания высококвалифицированной специализированной медицинской помощи, а в роддомах - палат интенсивной терапии . Организм даже здорового доношенного новорожденного ребенка проходит период адаптации к внеутробной жизни. У недоношенного ребенка глубоко незрелый организм не готов пережить этот кризис, т.е. не готов к адаптации в условиях внеутробной жизни, и нуждается в поддержании функций. В этот период многое зависит от профессионализма и четкости действий медицинского персонала. Первичная реанимационная помощь может оказываться уже в родильном зале: 5-6% новорожденных нуждаются в санации верхних дыхательных путей и дополнительном снабжении кислородом. Поэтому первоочередной задачей является проведение реанимационных мероприятий, позволяющих обеспечить жизнедеятельность организма. При выполнении вышеуказанных процедур применяются стерильные изделия, преимущественно однократного применения, медицинский персонал проводит процедуры в асептических условиях - подготовленное помещение, стерильные халат, маска, салфетки, простыни, ватно-марлевые изделия, антисептическая обработка рук и использование разовых стерильных перчаток, очков для защиты глаз .

Для проведения инвазивных манипуляций в учреждениях должны быть разработаны стандарты на выполнение каждой процедуры, которые должны персоналом строго выполняться . Все процедуры проводят с соблюдением принципов асептики и антисептики. Изделия однократного применения, в том числе одежда персонала, использованные белье, марлевые изделия, после процедур подвергают дезинфекции как медицинские отходы класса Б , а изделия многократного использования подвергают дезинфекции по противовирусному режиму, эффективному при парентеральных вирусных гепатитах (В, С) .

По данным Е.Б. Брусиной , частота инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи (ИСМП), в ОРИТ достигает 230 случаев на 1000 новорожденных. Инфекции вызваны условно-патогенной и патогенной микрофлорой в период пребывания в ОРИТ. Высокий риск присоединения ИСМП в ОРИТН определяется особенностями лечебно-диагностического процесса, связанными с искусственной вентиляцией легких (ИВЛ), массивной инфузионной терапией, сосудистыми эксплантантами и др. По мнению автора, факторами риска для новорожденных являются: полиорганная недостаточность, иммунодефицит, экстремально низкая масса тела, респираторный дистресс-синдром и др. Основные типы инфекции в ОРИТ определяют: пневмония (27,0 на 1000 дней вентиляции), инфекция кровотока (12,5 случаев на 1000 дней внутривенной катетеризации) и инфекция мочевыводящих путей (8,9 на 1000 дней мочевой катетеризации). Поэтому считаем необходимым обсудить особенности обработки кувезов и наркозно-дыхательных аппаратов.

Материалы и методы

На основании данных нормативной документации и литературы, а также материалов собственных исследований проведены анализ и обобщение сведений о методиках, режимах дезинфекции и стерилизации наркозно-дыхательной аппаратуры, кувезов в ОРИТ при оказании медицинской помощи недоношенным новорожденным с экстремально низкой и очень низкой массой тела.

Результаты и их обсуждение

Дезинфекция кувезов. Обработку кувезов и приспособлений к ним проводят в отдельном специально выделенном асептическом помещении в отсутствие детей, после перевода новорожденного или не реже 1 раза в 7 дней. При обработке кувезов следует учитывать рекомендации производителя (документацию по эксплуатации кувеза, прилагаемую к конкретной модели) . Однако отечественные и зарубежные ученые и действующие санитарные правила рекомендуют смену кувезов проводить через каждые 3 суток пребывания ребенка . Поверхности кувеза и его приспособления после пребывания ребенка в нем подвергаются дезинфекции по типу заключительной. Рекомендуется дезинфекцию кувезов проводить в отдельном хорошо проветриваемом помещении, оснащенном стационарными бактерицидными ультрафиолетовыми облучателями (УФО) и передвижной УФ-установкой. Перед обеззараживанием медперсонал надевает чистый халат, маску и стерильные резиновые печатки .

Перед обработкой кувеза его необходимо выключить, опорожнить водяной бачок увлажнителя, в случаях, предусмотренных инструкцией по эксплуатации кувеза, поменять фильтры отверстия кабины, через которое в кувез поступает воздух. Дезинфекцию кувезов проводят дезинфицирующими средствами, в инструкциях по применению которых есть рекомендации по обеззараживанию кувезов .

В соответствии с современными нормативными документами дезинфекцию внутренних поверхностей кувезов проводят способом протирания, различных приспособлений - погружением в растворы дезинфицирующих средств по режимам (концентрация раствора, время дезинфекционной выдержки), рекомендованным для профилактики и борьбы с бактериальными, вирусными и грибковыми инфекциями, выбирая из них наиболее жесткий для данного средства - более высокие концентрации рабочих растворов и более длительное время обеззараживания . При обработке используют стерильную ветошь. Ветошь смачивают дезинфицирующим раствором и тщательно дважды через 15 мин протирают внутренние поверхности кувеза, матрасик, а затем наружные поверхности. Крышку кувеза закрывают и открывают через 1 ч.

После дезинфекции кувеза остатки дезинфицирующего раствора следует удалить многократным (не менее 2 раз) смыванием (протиранием) стерильными салфетками или стерильной пеленкой, обильно смоченными стерильной водой (100-150 мл/м²). После каждого смывания необходимо поверхности вытирать насухо. По окончании влажной обработки кувезы следует проветрить в течение времени, рекомендованного инструкцией к используемому средству.

Внутренние поверхности кувеза могут подвергаться ультрафиолетовому облучению (при устойчивости материалов кувеза к действию УФО). Включают бактерицидную лампу, располагая ее на расстоянии 0,5-1 м так, чтобы пучок света перпендикулярно падал в камеру открытого кувеза. Проветривание и облучение продолжаются 30-60 мин. Закончив обработку, кувез закрывают, включают аппарат и выдерживают в течение 2-5 ч. Обработанные кувезы хранят в асептических условиях. Перед тем как поместить ребенка, увлажняющую систему кувеза заливают стерильной дистиллированной (очищенной) водой.

Для дезинфекционной обработки применяют средства, позволяющие совмещать дезинфекцию с очисткой в одном этапе по наиболее эффективному режиму по вышеизложенным критериям . При туберкулезе новорожденного выбирают дезсредства, эффективность которых тестирована на Mycobacterium terrae, о чем содержится информация в инструкции на средство .

Используемые средства должны пройти разрешительную систему и иметь соответствующую документацию. При выборе дезсредства следует в целях исключения их вредного воздействия на медицинское изделие руководствоваться рекомендациями производителей этих изделий о совместимости конкретных дезсредств с материалами, использованными при изготовлении этих изделий. Современными являются средства на основе третичных алкиламинов, перекиси водорода и их композиционные препараты, обладающие антимикробными и моющими свойствами, которые позволяют совмещать дезинфекцию с очисткой в единый процесс. Препараты на основе перекиси водорода не оставляют на синтетических материалах кувезов следов. Эти две группы эффективных средств позволяют проводить их ротацию для предупреждения развития резистентности бактерий к действию химических дезинфекционных средств .

Для дезинфекции кувезов не допускается применение хлорактивныхсредств, а также средств, содержащих в своем составе альдегиды, фенол и его производные . Не рекомендуются средства на основе гуанидинов, четвертичных аммониевых соединений (ЧАС), спиртов и в составе различных сочетаний из-за способности проявлять фиксирующее действие и образовывать пленки .

Рабочий раствор дезсредства применяют в концентрации и с экспозицией в соответствии с режимом по методическим рекомендациям или инструкции на используемое средство. Норма расхода средства - 100-150 мл рабочего раствора на 1 м² обрабатываемой поверхности.

Приспособления (резервуар увлажнителя, металлический волногаситель, воздухозаборные трубки, шланги, узел подготовки кислорода) полностью погружают в емкость с рабочим раствором дезсредства на время, указанное в инструкции на средство. После окончания дезинфекции все приспособления промывают путем двукратного погружения в стерильную воду по 3-5 мин каждое, прокачав стерильную воду через трубки и шланги. Приспособления высушивают с помощью стерильных тканевых салфеток.

Необходимо строго соблюдать последовательность всех этапов обеззараживания и последующей обработки кувеза, точно выполнять сроки экспозиции и проветривания.

При низкой эффективности проводимых дезинфекционных мероприятий по изложенным методикам разрешенными средствами (при высеве условно-патогенной микрофлоры после обработки) обеззараживание проводят с применением 6%-ного раствора перекиси водорода и экспозиции 60 мин.

Дезинфекцию наружных поверхностей кувезовс целью профилактики ИСМП осуществляют ежедневно одновременно с проведением текущих уборок по режиму, обеспечивающему гибель грамотрицательных и грамположительных бактерий (по режиму бактериальных инфекций) с последующим удалением средства стерильными тканевыми салфетками (ветошью), обильно смоченными стерильной питьевой водой, затем насухо вытирают стерильной пеленкой (ветошью).

Обработка анестезиологического инструмента. После окончания оказания помощи пациенту, не позволяя высохнуть биологическим загрязнениям, весь (ларингоскоп, роторасширитель, языкодержатель, мандрен для эндотрахеальных трубок, пинцет и др.) инструмент, соприкасающийся со слизистыми, подвергают предварительной очистке в слабом растворе моюще-дезинфицирующего средства с использованием салфеток для удаления видимых загрязнений, которые обеззараживают как отходы класса Б , затем погружают в рабочий раствор дезсредства, позволяющего совмещать дезинфекцию с предстерилизационной очисткой в один этап. Отмывают от дезсредства проточной водопроводной водой, затем дистиллированной в соответствии с инструкцией на средство. Соблюдают алгоритм такой процедуры. После этого такой инструмент подвергают дезинфекции высокого уровня или стерилизации в средствах, разрешенных для этих целей .

Режимы обработки наркозно-дыхательной аппаратуры. Дезинфекцию наркозно-дыхательной аппаратуры и приспособлений к ней осуществляют в соответствии с рекомендациями, изложенными в «Инструкции по очистке (мойке) и обеззараживанию аппаратов ингаляционного наркоза и искусственной вентиляции легких» рабочими растворами средств, официально разрешенных для этих целей .

В исследованиях было показано, что компоненты аппаратов ИВЛ значительно контаминируются условно-патогенной микрофлорой. В структуре микрофлоры, выделенной с аппаратов ИВЛ, преобладали бактерии рода Pseudomonas, на долю которых приходилось 62,9%. Более половины всех выделенных возбудителей составили синегнойная палочка - 55,7%, бактерии рода Acinetobacter (9,1%), Staphylococcus aureus (10%) и Enterobacter (8,6%).

Наибольшая обсемененность отмечалась в увлажнителе - 89,4 случаев, а сборнике конденсата - 84,1 случаев на 1000 исследований проб. Коннекторы, адаптеры, тройники были обсеменены в 51,7 случаев на 1000. Интенсивно загрязняются клапаны вдоха (46,4%) и выдоха (70,9%).

Для обработки деталей, комплектующих аппараты (масок, шлангов, ротоглоточных воздуховодов, дыхательных мешков), в соматических стационарах с целью профилактики гнойно-септических инфекций, ВИЧ-инфекции, гепатитов В (ВГВ) и С (ВГС), цитомегаловирусной инфекции (ЦМВ) и иного рекомендуется режим обеззараживания по гепатиту В, эффективный как при бактериальных (исключая туберкулез), так и вирусных инфекциях, передающихся артифициальным, контактным путями . При оказании помощи в противотуберкулезных учреждениях пациенту с туберкулезом применяется соответствующий режим дезинфекции при туберкулезе дезсредствами, тестированными на Mycobacteria terrae .

Использование режима обработки комплектующих деталей наркозно-дыхательной аппаратуры моюще-дезинфицирующими растворами значительно сократит общее время обработки, объединив очистку и дезинфекцию в один процесс. Указанные режимы в равной степени эффективны в отношении возбудителей гнойно-септических, вирусных инфекций (ВГВ и ВГС), кандидозов, туберкулеза, за исключением заболеваний, вызванных спорообразующими бактериями (столбняк, газовая, анаэробная инфекция).

Алгоритм обработки:

1) разборка узлов, снятие шлангов, присоединительных элементов, крышек клапанных коробок, отсоединение и опорожнение сборников конденсата и т.п.;

2) предварительная очистка для удаления биологических и других загрязнений путем протирания салфетками с использованием слабого раствора дезинфицирующего средства, разрешенного для этих целей, в режиме предстерилизационной очистки; промывание внутренних каналов этим же раствором либо промывание в емкости с водопроводной водой сразу же после окончания работы. Салфетки, промывные воды обеззараживают по режиму медотходов класса Б ;

3) дезинфекция по режиму ВГВ - при оказании помощи новорожденному; по режиму туберкулеза - при оказании помощи больному туберкулезом с применением разрешенных средств. Разрешено применять средства, позволяющие совмещать дезинфекцию с очисткой в едином процессе;

4) отмывание водопроводной водой от остатков дезсредства;

5) окончательная очистка изделий (с соблюдением алгоритма и методики предстерилизационной очистки по ОСТ 42-21-2-85) проводится с использованием средств, разрешенных только для этих целей.

6) ополаскивание водопроводной водой;

7) ополаскивание в дистиллированной (очищенной) воде в двух емкостях;

8) сушка деталей в стерильной простыне, салфетками и хранение в асептических условиях;

9) стерилизация комплектующих деталей химическим методом;

10) стерилизации подвергают аппараты ИН, ИВЛ в собранном виде растворами формальдегида в этиловом спирте по методике, изложенной в приказе (приложение 4 п. 4) или иным способом, официально разрешенным.

Для обеззараживания комплектующих деталей ИВЛ-аппаратуры при инфекционных заболеваниях, вызванных спорообразующими бактериями (столбняк, анаэробная инфекция, Clostridium difficile), применяют растворы средств, обладающих стерилизующим эффектом, в концентрации и экспозиции, как при стерилизации изделий . При этом соблюдается вышеуказанный алгоритм обработки. Средства, режимы и методы обеззараживания приведены в инструкциях на дезсредства, официально разрешенные для применения с этой целью.

Средства предварительной очистки, средства и методы обеззараживания смывных вод приводятся как медотходов класса Б .

Алгоритм обработки интубационных трубок, катетеров для санации трахеобронхиального дерева, зондов включает несколько этапов.

1. Предварительная очистка от биологических (крови, слизи) и других загрязнений с применением низких концентраций разрешенных растворов дезинфектантов (в режиме ПСО) или воды с использованием салфеток; путем пропускания через каналы, полости дезраствора (шприцем) и полного погружения в раствор с заполнением каналов. Смывную жидкость, салфетки подвергают обеззараживанию по режиму ВГВ (медотходы класса Б) или туберкулеза и кандидозов (медотходы класса В) .

2. Дезинфекция изделий по режиму вирусного гепатита В или туберкулеза, кандидозов путем погружения в раствор дезинфицирующего средства, разрешенного для этих целей.

3. Отмывание водопроводной водой от остатков дезсредств.

4. Основная очистка - предстерилизационная очистка изделий. Режимы, методы приведены в инструкциях, методических указаниях на средства, разрешенные для этих целей. Строго соблюдают концентрацию средства и время выдержки.

5. Отмывание водопроводной водой, затем водой, очищенной от остатков моющего средства, в течение времени согласно инструкции.

6. Сушка изделий.

7. Стерилизация химическим методом в асептических условиях путем полного погружения изделий и заполнения каналов растворами средств, официально разрешенных для этих целей. Санитарными правилами разрешены: кислородсодержащие, альдегидсодержащие соединения, анолит АНК, нейтральный анолит. Емкости для стерилянта и стерильной воды для отмывания стерилизуют паровым методом при давлении 2,0±0,2 кгс/см², температуре 132±2ºС в течение 20+2 мин или при давлении 2,1±0,1 кгс/см², температуре 134±1ºС в течение 5+1 мин . Возможно применение газового, плазменного метода стерилизации при наличии соответствующих аппаратов . В настоящее время переходят на изделия разового пользования, поставляемые стерильными медицинской промышленностью.

8. Отмывание от раствора стерилянта в стерильной жидкости в асептических условиях. Методика и время даны в инструкции, методических указаниях на каждое средство.

9. Высушивание поверхностей изделий в стерильных салфетках, простынях, внутренних каналов стерильным воздухом с применением воздушного насоса или стерильного шприца. Упаковка в стерильные простыни, хранение в стерильном биксе с фильтром не более 72 ч. Маски, изготовленные из термоустойчивого материала, стерилизуют паровым методом по режиму при 121±1ºС (давление 1,1+0,1 кгс/см 2) в течение 20 мин или при температуре 134±1ºС и экспозиции 5+1 мин.

Обработка аппаратов искусственной вентиляции легких весьма трудоемка, поскольку применяются разнородные материалы. В настоящее время в неонатологии используется принцип замены разовых блоков контуров и комплектующих деталей из резины после каждого пациента на аналогичные стерильные изделия промышленного производства.

В 1980-1990-х гг. при преобладании хлорамина и перекиси водорода мы в натурных опытах использовали для обработки внешней среды, медицинских изделий, аппаратов ИВЛ при контаминации синегнойной палочкой двойное обеззараживание, сначала 1-2%-ным раствором борной кислоты - расщепление и удаление слизистой оболочки, затем основную дезинфекцию - 1%-ным раствором хлорамина .

При инфицировании Klebsiella pneumonia в опытах с той же целью использовали тоже метод двойного обеззараживания: сначала обрабатывали 0,25%-ным раствором уксусной кислоты, затем 1%-ным раствором хлорамина. Анализ наших данных свидетельствует, что соотношение естественной устойчивости к хлорамину по минимальной ингибирующей концентрации у клебсиеллы пневмонии, синегнойной палочки, эпидермального стафилококка к патогенному стафилококку, фекальному стрептококку, кишечной палочке имели следующие значения: 3:4,7:1,8:1. Эти факты послужили основой для дифференцированного проведения дезинфекционных мероприятий от вышеуказанных микробных факторов при осложнении эпидемиологической ситуации в стационаре .

Выводы

Таким образом, методика очистки и обеззараживания кувезов сохраняется, но предложено использовать современные дезсредства, а режимы использования средств дезинфекции ужесточаются.

В отношении использования аппаратов искусственной вентиляции легких предпочтительнее переход на разовые стерильные блоки контуров и комплектующие детали.

Библиографическая ссылка

Ракитин А.В., Стасенко В.Л., Обухова Т.М., Блох А.И. ОСОБЕННОСТИ ДЕЗИНФЕКЦИИ И СТЕРИЛИЗАЦИИ КУВЕЗОВ, НАРКОЗНО-ДЫХАТЕЛЬНОЙ АППАРАТУРЫ В ОТДЕЛЕНИЯХ РЕАНИМАЦИИ И ИНТЕНСИВНОЙ ТЕРАПИИ ДЛЯ НОВОРОЖДЕННЫХ НА СОВРЕМЕННОМ ЭТАПЕ // Современные проблемы науки и образования. – 2015. – № 6.;
URL: http://сайт/ru/article/view?id=23753 (дата обращения: 19.07.2019).

Предлагаем вашему вниманию журналы, издающиеся в издательстве «Академия Естествознания»

Стерилизация наркозно-дыхательной аппаратуры и инструментов предпринимается для предотвращения инфицирования больных и развития у них инфекционных осложнений. Стерилизацию наркозно-дыхательной аппаратуры и контроль за ее стерильностью должна осуществлять сестра-анестезист. После применения наркозный аппарат и аппарат для искусственной вентиляции легких должны быть вымыты и простерилизованы поблочно или в собранном виде (в зависимости от конструкции). Для мойки элементов и комплектующих деталей применяются смеси, состоящие из 3% раствора перекиси водорода и 0,5% раствора моющих средств "Прогресс", "Астра", "Лотос" или "Триас-А". В эту смесь погружают все узлы и приспособления, составляющие дыхательную систему. Во время механической обработки в этом растворе в течение 15-20 мин при температуре +50°С происходит не только очистка, но и стерилизация всех частей наркозного аппарата и аппарата для искусственной вентиляции легких. Для более надежной стерилизации узлы аппаратов, а также комплектующие детали, эндотрахеальные трубки, трахеостомические канюли, рото- и носоглоточные воздуховоды, лицевые маски и другие приспособления, изготовленные из резины и пластмассы, погружают в один из перечисленных ниже дезинфицирующих растворов:

3% раствор перекиси водорода 60 мин 3% раствор формальдегида 30 мин 1% раствор хлорамина 30 мин 0,1% раствор дезоксона 20 мин

В растворе дезоксона нельзя обрабатывать металлические детали.

В случаях инфицирования аппарата кокковой флорой, устойчивой к антибиотикам, или микобактериями туберкулеза рекомендуется применять один из следующих растворов:

3% раствор перекиси водорода 3 ч 10% раствор формальдегида 60 мин 1% раствор дезоксона 30 мин 5% раствор хлорамина 2 ч

После применения наркозно-дыхательной аппаратуры у больных со столбняком или газовой гангреной проводится стерилизация одним из указанных ниже растворов:

6% раствор перекиси водорода 6 ч 1% раствор дезоксона 45 мин 10% раствор формальдегида 4 ч

После стерилизации необходимо тщательно промыть все детали в стерильной дистиллированной воде. Последующее хранение всех приспособлений и аппаратуры должно осуществляться в асептичных условиях. Если аппарат не собран, то гофрированные шланги, дыхательные мешки и меха хранят в подвешенном состоянии, а приспособления для ларингоскопии и интубации - на стерильных сетках, завернутых в стерильные простыни. Собранные аппараты оборачивают стерильными простынями.

Для стерилизации аппаратов в собранном виде применяют аэрозольную смесь, состоящую из 20% параформальдегида, 30% этилового спирта и 50% фреона-12. Предварительно необходимо разобрать и промыть аппараты теплой водой, а затем после сборки закрытой дыхательной системы ввести в нее 4,5-5 г аэрозоля и включить респиратор на 1,5 ч при минутной вентиляции 20 л. Затем в дыхательную систему несколько раз вводят по 20 мл 23% раствора аммиака в воде для нейтрализации формальдегида. Время нейтрализации составляет 3 ч. После этого открытую дыхательную систему продувают в течение 7 ч. Запах формальдегида должен отсутствовать. Если он сохраняется, то необходима дополнительная нейтрализация. Допустим слабый запах формальдегида или аммиака.

Наружные части аппаратов протирают марлевыми салфетками, смоченными хлорамином. Затем протирают их 1% раствором хлорамина или 3% раствором перекиси водорода с 0,5% раствором одного из моющих поверхностно-активных веществ.

Так же обрабатывают другое анестезиологическое оборудование (столики, тележки, баллоны для газов, которые хранятся в операционном блоке).

Нужно помнить, что пары формалина, выделяющиеся из обеззараживающих растворов, раздражают дыхательные пути и могут вызвать отравление, поэтому необходимо соблюдать следующие меры предосторожности:

1. Комната, в которой проводится стерилизация, должна быть просторной, хорошо проветриваться и находиться вдали от палат и помещений, где могут быть люди.

2. В помещении, где проводится стерилизация, не должно быть людей, за исключением тех, кто проводит стерилизацию. Время нахождения в этом помещении должно быть максимально ограничено. После помещения частей наркозно-дыхательной аппаратуры в емкости с антисептическим раствором (а при стерилизации аппаратов в собранном виде - после введения аэрозоля и включения аппарата) персонал должен покинуть помещение на все время стерилизации.

3. Во время промывки и стерилизации наркозно-дыхательной аппаратуры сестра и санитарка должны обязательно работать в резиновых перчатках.

Эндотрахеальные трубки можно стерилизовать кипячением в течение 2-3 мин. Предварительно трубку необходимо тщательно промыть в теплой воде с мылом или синтетическим моющим средством. Для мытья внутренней поверхности используют ершик.

Клинки ларингоскопов обмывают теплой водой с мылом, а затем протирают салфеткой, смоченной в спирте. Можно воспользоваться также 3% раствором перекиси водорода, 3% раствором формальдегида или 1% раствором хлорамина. Применять раствор дезоксона нельзя. После стерилизации клинок необходимо хорошо промыть водой.

Шпрей (пульверизатор) обмывают снаружи и протирают спиртом.

Подробная инструкция по обеззараживанию (стерилизации), мойке и чистке наркозной и дыхательной аппаратуры имеется в приложении № 4 к приказу министра здравоохранения СССР № 720 от 31 июля 1978 г.

Обеззараживание аппаратов ИВЛ является необходи­мой мерой для предупреждения перекрестного инфицирования больных и профилактики внутрибольничной ин­фекции.

Дыхательный контур аппаратов - это полая газопроводящая система, которая находится в тесном контакте с воздухом, выдыхаемым и вдыхаемым больными. Бакте­риальному обсеменению подвергаются элементы дыхательного контура, которые находятся в непосредственном контакте с кожей и слизистой оболочкой дыхательных пу­тей больных (лицевые маски, трахеальные трубки, трахеостомические канюли, мундштуки-загубники и т.д.) Уста­новлено также распространение микроорганизмов с потоком выдыхаемого газа по линии выдоха дыхательного кон­тура, откуда при работе по реверсивному (закрытому, по­лузакрытому) дыхательному контуру микрофлора свобод­но проникает в линию вдоха . Однако и при работе по нереверсивному (открытому, полуоткрытому) дыхательному контуру узлы аппаратов, составляющие ли­нию вдоха, также подвергаются бактериальному загряз­нению. В первую очередь это касается присоединительных элементов (коннекторов, адаптеров, тройников, всевоз­можных соединительных трубок и т.д.), составляющих так называемую неразделенную часть дыхательного кон­тура, но микрофлора проникает также и в шланг вдоха. Этому способствует диффузия водяных паров, несущих микроорганизмы, пульверизационный (разбрызгивающий) эффект газовой струи, кашель больных внутрь аппарата, так называемый эффект перепуска клапанов вдоха и т.д.

При работе по нереверсивному контуру, если выдыхае­мый газ по шлангу выдоха поступает в аппарат (это свой­ственно большинству аппаратов ИВЛ), а не выходит наружу непосредственно из нереверсивного клапана, инфицирование больного может наступить в результате стекания из шланга выдоха в дыхательные пути больного кон­денсата, обильно насыщенного патогенной микрофлорой. Наконец, необходимо учитывать поступление в дыхатель­ные пути больного бактериальной микрофлоры окружаю­щего воздуха, зараженность которого может быть значи­тельно увеличенной также за счет выброса патогенных микроорганизмов из линии выдоха аппаратов, особенно при одновременной ИВЛ у нескольких больных в одном помещении.

Таким образом, можно считать доказанным как сам факт обсеменения аппаратов бактериальной микрофлорой, так и возможность перекрестного инфицирования ею боль­ных [Вартазарян Д.В., Курпосова Л.М. и др., 1980; Lumley, 1976]. Однако если возможность внесения бактерий в дыхательные пути доказана, то все еще спорным остается вопрос о последствиях такого инфицирования. Достаточно ли количество микроорганизмов и настолько ли они виру­лентны, чтобы преодолеть иммунологические барьеры и, в частности, фагоцитарную активность слизистой оболочки дыхательных путей и вызвать патологические процессы? Ряд исследователей выражают сомнение по этому поводу . Однако другие авторы счи­тают, что больные, у которых применяется дыхательная аппаратура, весьма подвержены респираторным заболе­ваниям. У многих из них организм ослаблен основным или сопутствующими заболеваниями, снижающими сопротив­ляемость; интубация или трахеостомия, а также само по себе воздействие ИВЛ, особенно при недостаточном увлаж­нении и обогреве вдыхаемого газа, могут влиять на со­стояние слизистой оболочки и активность мерцательного эпителия дыхательных путей. Все это увеличивает опас­ность возникновения патологического процесса вслед за перекрестным инфицированием и делает необходимыми меры по обеззараживанию аппаратов искусственной вентиляции легких .

^ Микрофлора аппаратов и ее локализация. Микробная флора, обнаруживаемая в аппаратах ИВЛ, чрезвычайно разнообразна. Наиболее часто встречается золотистый, стафилококк, синегнойная палочка, пневмобактерия Фридлендера, негемолитический и зеленящий стрептококки, а также другие микроорганизмы, в том числе микобактерии туберкулеза.

Наибольшая бактериальная обсемененность наблюдает­ся в тройнике пациента и коннекторах, в шланге (особен­но гофрированном) и клапане выдоха, в увлажнителе и сборнике конденсата. Бактериальное загрязнение адсорбе­ра и испарителей анестетиков чрезвычайно мало, что мо­жет быть объяснено бактериостатическим действием на­тронной извести и жидких анестетиков. При прочих рав­ных условиях бактериальное загрязнение металлических деталей значительно меньше, чем деталей из резины и особенно пластмасс. Объясняется это явлениями аутостерилизации за счет олигодинамического действия ионов ме­талла, а также тем, что гладкие металлические поверхно­сти не удерживают большого количества частиц, несущих микроорганизмы.

^ Некоторые определения. Обеззараживание (деконтаминация) - процесс, приводящий к устранению загряз­нения и снижению, вплоть до полного уничтожения, бак­териальной обсемененности объектов, подвергаемых соот­ветствующей обработке. Таким образом, обеззараживание - это общий термин, подразумевающий и очистку, и дезинфекцию, и стерилизацию.

Очистка - удаление инородных веществ с поверхно­стей объекта, приводящее к уменьшению (но не уничто­жению) бактериального загрязнения.

Дезинфекция - уничтожение только вегетативных (неспорообразующих) форм бактерий. Сравнительно не­давно этот термин относился к уничтожению только пато­генных микроорганизмов. Однако в настоящее время по­нятие «патогенный» и «непатогенный» микроорганизмы утратило свое абсолютное значение. Дезинфекция счита­ется достигнутой при уничтожении 99,99% бактерий.

Стерилизация - уничтожение всех микроорганиз­мов, в том числе вегетативных форм бактерий, спор, виру­сов; не может иметь места понятие «практически сте­рильный»: объект может быть либо стерильным, либо нестерильным.

^ МЕТОДЫ ОБЕЗЗАРАЖИВАНИЯ

Сложность устройства аппаратов ИВЛ, наличие в их конструкции труднодоступных участков, а также различ­ных по физико-химическим свойствам материалов ограни­чивают применение многих широко используемых методов и средств дезинфекции и стерилизации. Поэтому ни в ко­ем случае не следует игнорировать любые доступные ме­тоды обеззараживания, приводящие если не к полному уничтожению, то к значительному снижению бактериаль­ной загрязненности аппаратов.

^ Очистка аппаратов. Обязательным условием надежности обеззараживания аппаратов является предварительная или так называемая предстерилизационная очистка. Она должна уменьшить количество микроорганизмов и уда­лить пирогенные вещества, кусочки тканей и органические остатки, которые могут быть токсичными сами по себе или препятствовать дальнейшему процессу дезинфекции или стерилизации.

Наиболее широко распространенным методом очистки является применение водных растворов моющих средств. При этом съемные и разборные детали, а также присоеди­нительные элементы аппаратов подвергаются очистке (мойке) путем полного погружения в растворы, а поверх­ности частей или весь аппарат, если они не могут быть погружены в растворы, подвергаются протиранию моющи­ми средствами.

Существуют следующие способы мойки: ручной, меха­низированный с помощью специальных моечных машин и ультразвуковой.

Ручная мойка деталей аппаратов и при­соединительных элементов. Процесс мойки включает ряд последовательных этапов:

1. Разборка узлов, снятие шлангов, присоединительных элементов, крышек клапанных коробок, отсоединение и опорожнение сборников конденсата и т.д.

2. Предварительная промывка разобранных узлов, кото­рую осуществляют под струёй очень теплой проточной во­ды с мылом и как можно быстрее после применения ап­паратов.

3. Замачивание, при котором раствор проникает через загрязняющие наложения, размягчает их и отделяет от поверхности объектов. Обрабатываемые элементы погру­жают на 15 мин в свежеприготовленный горячий раствор моющего средства. Последнее необходимо выбирать по его детергентным свойствам, а не по дезинфицирующему дей­ствию.

Согласно рекомендациям Всесоюзного научно-исследова­тельского института дезинфекции и стерилизации (ВНИИДиС), лучшие результаты мойки обеспечиваются применением 0,5% раствора перекиси водорода и моющего средства («Новость», «Лотос», «Астра», «Прогресс», «Сульфанол», «Триас-А»). Синтетические моющие сред­ства в 0,5% концентрации обладают высокой моющей спо­собностью, хорошо разрыхляют различного рода загрязне­ния, не влияют на качество металла, пластмасс, резины и легко с них смываются. При температуре 50°С актив­ность моющих растворов возрастает.

Для приготовления 1 л моющего раствора 0,5% концент­рации следует брать 20 мл пергидроля (30-33% Н 2 О 2), 975 мл водопроводной воды, нагретой до 50°С, и 5 г мою­щего средства.

4. Окончательная мойка осуществляется в том же рас­творе, в котором были замочены элементы и детали аппа­ратов. Детали моют ватно-марлевыми тампонами или пы­жами. Не следует пользоваться для мытья щетками или «ершами», от которых могут остаться на внутренних по­верхностях деталей щетинки. Марлевые тампоны и пыжи после однократного использования следует выбрасывать.

5. Прополаскивание после мойки удаляет с деталей остатки моющего раствора. Вымытые детали прополаски­вают сначала в проточной, а затем в дистиллированной воде.

Предварительную промывку, замачивание и мойку де­талей удобно проводить в любой моечной установке, имею­щей две рядом расположенные раковины. Пензенский за­вод «Дезхимоборудование» выпускает специальную мойку с двумя отделениями, снабженную смесителем для холод­ной и горячей воды с душевой сеткой на гибком шланге. Такая мойка входит в «Комплекс оборудования для осна­щения центра обработки наркозно-дыхательной аппара­туры».

6. Сушка. Чистые детали выкладывают на стерильную простыню и тщательно высушивают. Если детали не будут подвергаться дальнейшему обеззараживанию, то сушка важна потому, что влага способствует росту грамположительных бактерий. Если же для дальнейшего обеззаражи­вания применяется жидкий дезинфектант, то остатки воды на поверхности деталей будут разбавлять раствор дезинфектанта и понизят его эффективность.

Очистка, проведенная по указанной выше методике, по данным ВНИИДиС, снижает бактериальную обсемененность в 1000 раз.

Ручная мойка имеет ряд недостатков: большие трудо­затраты, прямое соприкосновение рук персонала с загряз­ненными деталями и моющим раствором, невозможность строго регламентировать качество очистки, которое зави­сит от квалификации и усердия персонала. Поэтому все более широкое применение находит способ механи­зированной мойки. Он осуществляется в специаль­ных моечных машинах. Заводом «Дезхимоборудованне» выпускается «Машина моечная стационарная для элемен­тов наркозно-дыхательной аппаратуры». Она входит в со­став упомянутого выше комплекса. После предваритель­ной промывки и замачивания детали помещают в специ­альную кассету, которую устанавливают в моечную машину. В автоматическом режиме в течение 30 мин осущест­вляется мойка деталей горячим (45°С) раствором синте­тических моющих средств и прополаскивание. Кассета с вымытыми деталями перемещается на специальной по­движной стойке и устанавливается в гнезде сушильного устройства. Сушка деталей осуществляется потоком фильтрованного воздуха, нагретого до 60°С.

В последние годы используются ультразвуковые мою­щие установки, производящиеся во многих странах. Уль­тразвуковая очистка достигается благодаря кавитации, возникающей под действием ультразвука, а также вслед­ствие «эффекта перемешивания» растворителей.

В ультразвуковом дезинфекционном промывателе модели RS-500D фирмы «Татэбэ» (Япония) сочетание ультразвуковых воздействий мощностью до 600 Вт с покачиванием моечной камеры обеспечивает удаление воздуха из очищаемых изделий и перемешивание моющего раствора, что повышает эффективность промывки. Мощная форсунка со скрещиванием струй обеспечивает быстрый и равномерный смыв. При­мерно через каждые 2 мин осуществляется автоматический спуск грязной воды. В медицинском ультразвуковом очистителе Ми-212 фир­мы «Шарп корпорейшн» (Япония), помимо очистки, осуществляется и дезинфекция за счет использования раствора хлоргексидина.

Универсальная ультразвуковая установка для очистки различного рода загрязнений лабораторной посуды, медицинского инструмента и мелких деталей выпускается и в нашей стране.

^ Дезинфекция аппаратов. Тепловые методы. Для обеззараживания аппаратуры наиболее широкое примене­ние находит так называемое влажное тепло.

Пастеризация. Детали погружают на 10-15 мин в воду, нагретую до 65-70°С. Погружение должно быть полным. Имеются специальные установки для пастериза­ции, представляющие собой водяные бани с нагревателя­ми и извлекаемыми сетками для деталей. Подвергшиеся пастеризации детали тщательно высушивают в стериль­ных простынях и сохраняют сухими в асептических усло­виях. Пастеризация разрушает большую часть неспорообразующих бактерий. Преимущества этого метода в его простоте и отсутствии повреждающего действия на ма­териал деталей.

Кипячение. Продолжающееся, не менее 30 мин ки­пячение при 100°С убивает все вегетативные (неспорообразующие) бактерии, большинство спорообразующих и почти все вирусы. Для надежной дезинфекции необходимо учитывать высоту над уровнем моря и на каждые 300 м подъема над уровнем моря удлинять время кипячения на 5 мин. Во избежание образования на деталях накипи сле­дует пользоваться дистиллированной водой. Для более эф­фективного разрушения спор, а также для предотвращения коррозии металлов рекомендуется подщелачивать воду добавлением гидрокарбоната натрия в количестве 20 г/л. Все детали при кипячении должны быть покрыты слоем воды не менее 5 см. После кипячения, как и после пастериза­ции, детали должны быть высушены и законсервированы в асептических условиях. Достоинство метода - его простота, эффективность, доступность. Недостаток - кумуля­тивное разрушающее действие по отношению к нетермо­стойким материалам аппаратов.

Химические методы. Все химические дезинфектанты должны быть высокоэффективными, простыми в эксплуатации и позволяющими избежать токсического дей­ствия для больных и персонала, не должны разрушать материал аппаратов при многократной дезинфекции. Сле­дует учитывать, что ни один из дезинфектантов не гаран­тирует полного уничтожения всех вегетативных бактерий. Грамотрицательные микроорганизмы труднее убиваются химическими дезинфектантами, чем грамположительные. Туберкулезные и другие кислотоустойчивые бациллы обла­дают высокими свойствами сопротивления, а споры - еще большими.

Активность дезинфектантов возрастает при более высо­ких концентрациях и температурах растворов. Большие объемы растворов являются более эффективными при оди­наковой их концентрации; чем длительнее погружение, тем эффективнее обеззараживание (однако следует учиты­вать, что раствор дезинфектанта при нахождении в нем объектов дезинфекции считается действующим не более 24 ч). Все химические дезинфектанты инактивируются обильным промыванием водой, мылом, синтетическими детергентами.

Формальдегид. Бесцветный газ, хорошо раствори­мый в воде, с резким запахом. Водные растворы фор­мальдегида успешно применяются в качестве дезинфици­рующего средства в жидком и парообразном виде, обла­дают высокой бактерицидной активностью. В качестве жидкого дезинфектанта используют 3% раствор формаль­дегида, который заливают в плотно закрываемые емко­сти из стекла, пластмассы или эмалированного металла. Дезинфекцию производят при полном погружении деталей в раствор в течение 30 мин. Экспозицию увеличивают до 90 мин при инфицировании микобактериями туберкулеза. Для нейтрализации формальдегида детали промывают 10% раствором аммиака и погружают на 60 мин в сте­рильную воду, периодически прополаскивая до полного удаления остатков аммиака и запаха формальдегида.

Перекись водорода. Является хорошим окисли­телем. Эффективна преимущественно в отношении грамотрицательной флоры. Выпускается промышленностью в виде 30-33% водного раствора под названием «Пергид­роль». Для дезинфекции употребляют 3 % водный раствор, в который погружают детали на 80. мин. Прополаскивание, сушка и хранение деталей аналогичны описанным выше. В рекомендуемой концентрации растворы перекиси водо­рода не вызывают коррозии металлов, не портят резино­вые и пластмассовые поверхности.

Хлоргексидин (гибитан) . Фильтры, помещенные в линии вдоха аппаратов ИВЛ, за­щищают пациентов от инфицирования микроорганизмами с потоком вдыхаемого газа, а расположенные в линии вы­доха - предотвращают микробное обсеменение аппаратов и окружающей среды.

Фильтр включает стакан-корпус и патрон для филь­трующей ткани, которая обеспечивает защиту дыхатель­ных путей от бактерий и частиц размером свыше 5 мкм. Задерживающая способность фильтра «ФИБ-1» состав­ляет 99,99% при непрерывном прохождении воздуха, обсе­мененного микроорганизмами со скоростью 30 л/мин в течение не менее 11 ч. Сопротивление фильтра потоку не превышает 6 мм вод.ст.

В аппаратах ИВЛ применяются также противопылевые фильтры, устанавливаемые на патрубке, через который в аппарат поступает воздух окружающей атмосферы. По­скольку микроорганизмы в значительном количестве ад­сорбируются пылевыми частицами и иными воздушными взвесями, противопылевые фильтры осуществляют также антибактериальную защиту вдыхаемого воздуха. В аппа­ратах ИВЛ РО-6Н, РО-6Р и РО-6-03 на входе в аппарат установлены противопылевые устройства, включающие сменный бесклапанный противопылевой респиратор ШБ-1 («Лепесток-5»).

Ряд важных методических вопросов остаются нерешен­ными, например, когда следует проводить стерилизацию, а когда достаточна только дезинфекция аппаратов; с какой периодичностью и какими предпочтительными методами осуществлять обеззараживание; решать ли эти вопросы однозначно или дифференцированно для разных узлов и деталей аппарата и для всего аппарата в целом?

Можно было бы подходить к решению этих трудных во­просов с позиции максималистских требований: «все уз­лы», «весь аппарат в целом», «обязательно стерилизо­вать», «как можно чаще» и т.д. Но тогда возникает так называемая дилемма стерилизации : с од­ной стороны, желание идеального результата, а с дру­гой - высокая трудоемкость, необходимость значительного числа сменных запасных аппаратов и деталей к ним, ку­мулятивное разрушение материалов и более быстрый из­нос аппаратуры.

Однако бесспорно, что существует необходимость обез­зараживать аппараты ИВЛ. А это значит, что медицинский персонал, во-первых, должен знать методы очистки, дезин­фекции и стерилизации аппаратов ИВЛ, во-вторых, иметь соответствующее техническое оборудование для их выполнения, в-третьих, располагать такими аппаратами ИВЛ, конструкция и материалы которых дают возможность про­ведения наиболее предпочтительных и рациональных мето­дов обеззараживания.

Основные правила, изложенные в этой главе, а также в «Инструкции по очистке (мойке) и обеззараживанию ап­паратов ингаляционного наркоза и искусственной венти­ляции легких» и в ОСТе 42-2-2 - 77 «Стерилизация и дезинфекция изделий медицинского назначения. Методы, средства и режимы», должны стать основой разумных решений и действий, с одной стороны, медицинского персо­нала, а с другой - разработчиков медицинской аппара­туры.

^ 5. Очистка и дезинфекция наркозно-дыхательной аппаратуры (НДА)

5.1. Наркозно-дыхательные, анестезиологические аппараты и аппараты для искусственной вентиляции легких как новые, так и после каждого использования подвергают обработке (мойке и обеззараживанию).

5.2. В зависимости от конструктивных особенностей наркозно-дыхательные, анестезиологические аппараты и аппараты для искусственной вентиляции легких обрабатывают двумя способами:

А) поблочно,

Б) в собранном виде

5.3. При проведении анестезии и искусственной вентиляции легких (ИВЛ) обязательно использовать бактерильно-вирусные фильтры, во фтизиатрической практики использовать Хепа фильтры.

5.4. При использовании современной наркозно-дыхательной аппаратуры дезинфекция и стерилизация проводится согласно инструкции данной аппаратуры.

5.5. Обязательным условием надежности обеззараживания наркозно-дыхательного и анестезиологического оборудования и аппаратов для ИВЛ является мойка и дезинфекция отдельных элементов и блоков дыхательного контура и комплектующих аппарат деталей.

5.4 Очистке подвергают как новые аппараты с целью освобождения от пыли, связывающих, опудривающих веществ, так и аппараты после их использования с целью деконтаминации и удаления пирогенных веществ, кусочков тканей и других органических остатков.

5.5. Процесс мойки (поблочно) включает ряд последовательных этапов.

5.5.1. Подготовка - разборка узлов, снятие шлангов, присоединительных элементов, крышек клапанных коробок, отсоединение и опорожнение сборников конденсата и т.п.

5.5.2. Дезинфекция деталей проводится в 3% перекиси водорода 60 минут с полным погружением или другим дезинфектантом в соответствующей концентрации, согласно инструкции с обязательным заполнением полостей обрабатываемых деталей.

5.5.3. Последующую промывку осуществляют под струей проточной воды в возможно более короткие сроки после дезинфекции. Особенно это относится к присоединительным элементам и трубкам во избежание высыхания на них выделений, экссудата, крови и т.д.

5.5.4. Детали моют ватно-марлевыми тампонами в моющем растворе. Не следует для очистки и мытья использовать острые предметы, а также щетки или ерши, т.к. имеется опасность оставления в патрубках щетинок от щеток (ершей) и последующая их аспирация в дыхательные пути. Марлевые тампоны используют для мытья однократно.

5.5.5. Вымытые детали споласкивают под проточной водой не менее 3 минут.

5.5.6. Для опреде­ления остатков щелочных добавок ставят фенолфталеиновую пробу. При выявлении остатков щелочи (положительная проба) вся группа изделий, от которой отбирали изделия для контроля, подлежит повторной обработке до получения отрицательного результата.

5.5.8. Наркозно-дыхательная аппаратура стерилизуется путем погружения в 6% перекись водорода с экспозицией 360 минут или другим дезинфектантом, согласно инструкции. Все этапы предстерилизационной обработки и стерилизации проводится в операционном блоке.

5.5.9. После стерилизации элементы и детали просушивают стерильной простыней, затем перекладываются в другую стерильную простыню и хранятся в течение суток.

5.6. При использовании современной наркозно-дыхательной аппаратуры дезинфекция и стерилизация проводится согласно инструкции данной аппаратуры.

^ 6. ОБРАБОТКА РУК ХИРУРГОВ

6.1. Обработку рук проводят все лица, участвующие в проведении оперативных вмешательств, родов, катетеризации магистральных сосудов. Обработка проводится в два этапа:

I этап - мытье рук мылом и водой в течение двух минут, а затем высушивание стерильным полотенцем (салфеткой);

II этап - обработка антисептиком кистей рук, запястий и предплечий, одним из антисептических препаратов, согласно инструкции к применению в ЛПУ на территории Узбекистана.

6.2. Стерильные перчатки надевают сразу после полного высыхания антисептика на коже рук.

6.3. Салфетки для мытья рук стерилизуются посредством автоклавирования, ногти обраба­тываются специальной палочкой разового пользования.

6.4. Количество антисептика, необходимое для обработки, кратность обработки и её продолжительность определяются рекомендациями, изложенными в методических указаниях/инструкциях по применению конкретного средства.

1. 
   Для хирургической обработки рук используют препараты, в том числе рецептуру «С-4».

6.6. Рецептуру «С-4» готовят из необходимого количества перекиси водорода и муравьиной кислоты, которые смешивают в стеклянном сосуде, последний помещают в холодную воду на 1-1,5 часа и периодически встряхивают.

^ Количество ингредиентов для приготовления рецептуры С-4

	Количество ингредиентов
Количество рабочего раствора	30-33% перекись	Муравьиная кислота		Вода (л)
	водорода (мл)	100% (мл)	85% (мл)
1	17,1	6,9	8,1	до 1
2	34,2	13,8	16,2	до 2
5	85,5	34,5	40,5	до 5
10	171,0	69,0	81,0	до 10

Раствор готовят и используют только в день операции.

6.7. Раствор хранится в стеклянной посуде не более суток в прохладном месте с герметичной пробкой.

6.8. Для обработки рук хирургов также применяют 0,5% спиртовый рас­твор препарата хлоргексидина биглюконата (препарат разводят в 70% спир­те в соотношении 1:40). Обработка рук хлоргексидином проводится ватным тампоном в течение 5 минут. Антисептическое средство тампонами нано­сится на всю поверхность кистей предплечья до локтей и энергично расти­раются сначала правая, потом левая рука до локтей в течение не менее 2-х минут. При повторной обработке применяется новый стерильный тампон.

6.9. Для обработки рук используется также 1% р-р дегмина, или 0,1% р-р йодоперона-йодофора, обработка проводится 4 мин в тазу, а также другие препараты согласно инструкции.

^ 7. ОБРАБОТКА ОПЕРАЦИОННОГО ПОЛЯ

7.1. При обработке операционного поля пациента перед хирургическим вмешательством и другими манипуляциями, связанными с нарушением целости кожных покровов и слизистых оболочек (пункции различных полостей, биопсии), предпочтение следует отдавать спиртосодержащим кожным антисептикам с красителем.

7.2. Не следует удалять волосы перед операцией, если только волосы возле или вокруг операционного поля не будут мешать её проведению. Если их необходимо удалять, то следует делать это непосредственно перед операцией, используя депиляторы (кремы, гели) или другие методы, не травмирующие кожные покровы. В экстренных случаях допускается стрижка и бритье волос.

7.3. Перед обработкой антисептиком кожу операционного поля следует тщательно вымыть и очистить ее и прилегающие области для устранения явных загрязнений.

7.4. Обработку операционного поля проводят путем протирания отдельными стерильными марлевыми салфетками, смоченными кожным антисептиком: этиловым спиртом 96 градусов, йодонатом, йодопироном, рас­твором хлоргексидина биглюконатом или другими препара­тами используемыми для этих целей, в течение времени обеззараживания, рекомендованного методическими указаниями/инструкциями по применению конкретного средства.

7.5. Кожный антисептик при обработке неповрежденной кожи перед операцией следует наносить концентрическими кругами от центра к периферии, а при наличии гнойной раны – от периферии к центру стерильными тампонами.

7.6. Подготовленная область должна быть достаточно велика, чтобы в случае необходимости продолжить разрез или сделать новые разрезы для установки дренажей.

7.7. Рабочие растворы йодоната готовят ex tempore путем разбавления исходно­го раствора в 5 раз кипяченной или стерильной водой (соотношение 1:5).

7.8. Для изоляции кожи операционного поля применяют стерильные простыни, полотенца, салфетки. Может также использоваться специальная разрезаемая хирургическая пленка с антимикробным покрытием, через которую делают разрез кожи.

^ 8. САНИТАРНО-ГИГИЕНИЧЕСКИЙ РЕЖИМ В ПАЛАТАХ ДЛЯ БОЛЬНЫХ С АНАЭРОБНОЙ ИНФЕКЦИЕЙ

8.1. Источником инфекции являются больные газовой гангреной в любой фор­ме: эмфизематозной, отечно-токсической, смешанной и газово-гнойной.

8.2. Возбудители газовой гангрены относятся к роду патогенных клостридий - анаэробных спороносных бацилл. Как правило, ассоциация микробов мо­жет состоять из патогенных клостридий или из смеси патогенных и малопа­тогенных клостридий, а также из смеси клостридий с аэробными бактерия­ми: стафилококком, кишечной палочкой, протеем.

8.3. Основной путь передачи инфекций - контактный. Инфицирование может произойти при попадании газовой гангрены на поврежденные кожные по­кровы или слизистые оболочки с землей, грязным бельем, одежды, при использовании недостаточно простерилизованных инструментов, шприцев, игл, шовного и перевязочного материалов, а так­же через не обработанные руки медицинского персонала.

8.4. Для лечения больных газовой гангреной выделяют отдельные палаты.

8.5. Все помещения для больных с анаэробной инфекцией оборудуют настенны­ми или потолочными бактерицидными лампами.

8.6. При необходимости больной в приемном покое проходит полную или ча­стичную санитарную обработку: принимает душ, стрижет ногти и т. д.

8.7. Перед поступлением и после выписки больного кровать, прикроватную тум­бочку, подставку для подкладного судна (если таковая имеется) протирают ветошью обильно смоченной 6% раствором перекиси водорода с 0,5% мою­щего средства. Кровать заправляют постельными принадлежностями, про­шедшую камерную дезинфекционную обработку по режиму для споровых форм бактерий.

8.8. Посуду после использования освобождают от остатков пищи, замачивают в 2% растворе соды и кипятят в течение 20 минут, затем моют проточной во­дой и хранят в закрытом шкафу.

8.9. Уборку палат производят не реже 2-х раз в день влажным способом с приме­нением 6% раствора перекиси водорода с 0,5% моющего средства.

8.10. Уборочный материал (ведра, тазы, ветошь и т. д.) маркируют и используют строго по назначению. После использования их автоклавируют при 2 кгс/см2 (132°С) в течение 20 минут.

8.11. Хирург, процедурная сестра перед входом в перевязочную одевают маску, халат, бахилы. Во время операции или перевязки надевают клеенчатый фартук, который после каждой операции или перевязки протирают ветошью, обиль­но смоченной в 6% растворе перекиси водорода с 0,5% моющем средством.

8.13. Уборку операционно-перевязочного помещения проводят влажным спо­собом не реже 2-х раз в день с применением 6% раствора перекиси водорода с 0,5% моющего средства. Во время текущей уборки необходимо использо­вать средства индивидуальной защиты.

8.14. Больному на время проведения сеанса гипербарической оксигенации вы­деляют индивидуальную подстилку типа небольшого матраца и подголов­ник. При невозможности соблюдения этого требования подстилку обшива­ют клеенкой или пленкой. После проведения сеанса меняют чехол, протира­ют подстилку ветошью с дезинфицирующим раствором.

8.15. Дезинфекцию внутренней поверхности барокамеры проводят после каждо­го сеанса оксигенации путем протирания стерильной ветошью, смоченной в 6% растворе перекиси водорода с 0,5% моющего средства. Затем насухо протирают стерильной пеленкой или простыней.

8.16. Уборку барозала проводят влажным способом не реже 2-х раз в день с применением 6% раствора перекиси водорода с 0,5% моющего средства. При этом протирают все предметы и аппаратуру ветошью, смоченной в дезин­фицирующем растворе, и вытирают насухо. В перерывах между сеансами гипербарической оксигенации включают бактерицидные облучатели.

8.17. После проведения операции или перевязки весь медицинский инструментарий погружают в 6% раствор перекиси водорода с 0,5% моющего средства на 60 минут или кипятят 20 минут от момента закипания.

^ 9. САНИТАРНО-ГИГИЕНИЧЕСКИЙ РЕЖИМ ХИРУРГИЧЕСКИХ КАБИНЕТОВ ПОЛИКЛИНИК

9.1.Заведующий хирургическим кабинетом несет ответственность за соблюдение санитарно-гигиенического и противоэпидемического режима в кабине­те.

9.2. Перед поступлением на работу медицинский персонал хирургических ка­бинетов проходит медицинский осмотр в соответствии действующего нормативного документа.

9.3. Медицинский персонал с воспалительными или гнойничковыми заболева­ниями, недомоганием, лихорадкой, ОКЗ и др. острыми симптомами болезни не допускается к работе.

9.4. Весь работающий персонал хирургического кабинета должен состоять на диспансерном учете для своевременного выявления заболеваний носоглот­ки, кожи, кариозных зубов.

9.5. Заместитель главного врача поликлиники 1 раз в год организо­вывает обследование персонала кабинетов хирургического профиля на маркеры вирусных гепатитов В, С.

9.6. В хирургическом кабинете должны быть 2 перевязочные:

Асептическая;

Септическая.

9.7. Для каждого больного используются индивидуальные перевязочные/операционные наборы.

9.8. Персонал работает в специальной одежде, перед операцией (перевязкой) должен сменить халат и одеть специальный фартук и стерильные перчатки.

9.9. Перед операцией (перевязкой) хирург и медсестра должны вымыть руки с мылом, стерильными щётками (или стерильными салфетками) в течение 1 ми­нуты, затем обработать их антисептическими средствами и надеть стериль­ные хирургические перчатки. Ногти персонала должны быть коротко под­стрижены. На руках не должны быть украшения.

9.10. После каждого больного руки необходимо мыть и обрабатывать заново, операционный стол дважды протирается дезинфицирующими средствами.

9.11. После обработки поверхностей ветошь должна простирываться, просушиваться и храниться в сухом виде.

9.12. Медицинский инструментарий после использования сразу дезинфицируется в 0,5% хлорсодержащем растворе на 10 мин. (или другом дезинфектанте в соответствующей концентрации), промывается водой и сдается в ОЦС для проведе­ния предстерилизационной очистки и стерилизации, а перевязочный матери­ал после дезинфекции уничтожают в соответствии действующего нормативного документа.

9.13. Запрещается посещение хирургического кабинета персоналом других каби­нетов, подразделений поликлиник, пребывание персонала хи­рургических кабинетов в других кабинетах, подразделениях поликлиники, на территории вокруг поликлиники, в т.ч. санитарно-дворовых установок, на улице в специальной одежде. При необходимости выхода из кабинетов, персонал обязан снять спец. одежду.

9.14. Для верхней одежды пациентов хирургического кабинета в поликлинике пре­дусматривается гардеробная, в кабинете - специально выделенная вешалка.

9.15. Весь инвентарь, оборудование, спец. одежда и другие предметы хирургического кабинета должны быть промаркированы и использоваться строго по назначению.

9.16. В хирургическом кабинете 3 раза в день проводится текущая уборка, в том числе 1 раз с применением дезинфицирующих средств.

9.17. Генеральная уборка проводится 1 раз в неделю в соответствии с прил. 3 настоящих санитарных правил.

9.18. Лабораторией территориального ЦГСЭН 1 раз в квартал осуществляется бактериологичес­кие исследования объектов внешней среды на бактериальную загрязненность, на стерильность хирургического инструментария и перевязочных материалов.

^ 10. Учет и регистрация внутрибольничных инфекций (ВБИ)

в хирургических стационарах (отделениях)

10.1. Современные внутрибольничные инфекции в хирургических стационарах (отделениях) вызываются различными микроорганизмами и клинически проявляются в основном синдромом нагноений и септических поражений.

В зависимости от локализации возбудителя выделение его из организма больного или носителя происходит через различные органы и ткани (дыхательные пути, желудочно-кишечный тракт, мочеполовой тракт и т.д.).

10.2. При хирургическом вмешательстве отмечаются следующие виды инфекций:

А) поверхностная инфекция разреза возникает не позднее 30 дней после операции и вовлекает только кожу и подкожные ткани в области разреза; у пациента имеется одно из перечисленного:

Гнойное отделяемое из поверхностного разреза;

Выделение микроорганизмов из жидкости или ткани, полученной асептически пункцией области поверхностного разреза или из раны при наличии микроскопических признаков гнойного воспаления;

Имеется не менее двух из следующих симптомов: боль или болезненность; ограниченная припухлость; краснота; местное повышение температуры.

Диагноз ставится хирургом или другим лечащим врачом (нагноение послеоперационной раны и другие);

Б) глубокая инфекция в области хирургического вмешательства возникает не позднее 30 дней после операции при отсутствии имплантата или не позднее одного года при наличии имплантата в месте операции и вовлекает глубокие мягкие ткани (например, фасциальный и мышечный слой) в области разреза; у пациента имеется хотя бы одно из перечисленного:

Гнойное отделяемое из глубины разреза в месте данного хирургического вмешательства, но не из органа/полости;

Выделение микроорганизмов из жидкости или ткани, полученное асептически пункцией области глубокого разреза или из мазка из глубины раны при наличии микроскопических признаков гнойного воспаления;

Спонтанное расхождение краев раны или намеренное ее открытие хирургом, когда у пациента имеются следующие признаки и симптомы: лихорадка (> 37,5 С), локализованная боль или болезненность;

При непосредственном осмотре, во время повторной операции, при гистологическом или рентгенологическом исследовании обнаружен абсцесс или иные признаки инфекции в области глубокого разреза.

Диагноз ставится хирургом или другим лечащим врачом (абсцесс, флегмона и другие);

В) инфекция полости/органа возникает не позднее 30 дней после операции при отсутствии имплантата или не позднее одного года при наличии имплантата в месте операции, вовлекает любую часть организма (например, органа или полости), кроме области разреза, которая была вскрыта или подверглась манипуляциям в процессе операции; у пациента имеется одно из перечисленного:

Гнойное отделяемое из дренажа, установленного в органе/полости через специальный разрез;

Выделение микроорганизмов из жидкости или ткани, полученной асептически из органа/полости;

Лихорадочное состояние;

При непосредственном осмотре, во время повторной операции, при гистологическом или рентгенологическом исследовании обнаружен абсцесс или иные признаки инфекции, вовлекающие орган/полость.

Диагноз ставится хирургом или другим лечащим врачом (перитонит, остеомиелит, пневмония, пиелонефрит, медиастенит, эндометрит и другие, возникшие после операции на соответствующем органе).

10.3. К внутрибольничным послеоперационным инфекциям относятся заболевания, возникающие в течение 30 дней после оперативного вмешательства, а при наличии имплантата в месте операции – до года.

10.4. Поскольку ВБИ развиваются и выявляются не только во время пребывания больного в стационаре, но и после выписки или перевода в другой стационар и характеризуются многообразием клинических проявлений, организация сбора информации осуществляется не только в стационарах, но и в других ЛПУ.

10.5. Врач-эпидемиолог лечебного учреждения совместно с заведующими структурными подразделениями проводит активное выявление ВБИ путем проспективного наблюдения, оперативного и ретроспективного анализа.

10.6. Общие требования к микробиологическому обеспечению эпидемиологического надзора:

Результаты микробиологических исследований необходимы для осуществления эффективного эпидемиологического надзора.

При проведении клинических и санитарно-бактериологических исследований должны преобладать исследования по клиническим показаниям, которые должны проводиться микробиологическими лабораториями ЛПУ, направленные на расшифровку этиологии ВБИ и определение тактики лечения.

Объем санитарно-бактериологических исследований определяется эпидемиологической необходимостью.

10.7. Возникновение или подозрение на ВБИ у пациента и персонала является показанием к проведению микробиологических исследований.

10.8. Забор материала следует проводить непосредственно из патологического очага до начала антибактериальной терапии, а также во время операции по поводу гнойных процессов.

10.9. Забор и транспортирование клинического материала на микробиологические исследования осуществляются в соответствии с техникой сбора и транспортирования биоматериалов в микробиологические лаборатории.

10.10. При вяло текущих гнойно-воспалительных ранах, свищевых ходах и других проявлениях целесообразно проводить обследования пациентов на актиномицеты, дрожжевые и плесневые грибы.

10.11. К клиническому образцу должно быть приложено направление, содержащее сведения: характер материала, фамилия, имя, отчество и возраст больного, название отделения, номер истории болезни, диагноз заболевания, дата и время взятия материала, данные о ранее проводимой антибактериальной терапии, подпись врача, направляющего материал на анализ.

10.12. Микробиологическая лаборатория представляет лечащему врачу и эпидемиологу информацию для дальнейшего анализа:

• 
  количество клинических образцов, направленных на исследование из каждого отделения;
• 
  количество выделенных и идентифицированных микроорганизмов, включая грибы (отдельно по каждому из видов);
• 
  количество выделенных микробных ассоциаций;
• 
  количество микроорганизмов, тестированных на чувствительность к каждому из антибиотиков;
• 
  чувствительность выделенных микроорганизмов к антибиотикам и другим антимикробным средствам.

10.13. Необходимо обращать особое внимание на метициллин (оксациллин) резистентные стафилококки, ванкомицинрезистентные энтерококки, микроорганизмы с множественной лекарственной устойчивостью для проведения целенаправленных лечебных, профилактических и противоэпидемических мероприятий.

10.14. При расследовании вспышек для успешного выявления источников инфекции, путей и факторов передачи проводят внутривидовое типирование микроорганизмов, выделенных от больных, медицинского персонала, объектов окружающей среды.

10.15. Лабораторное исследование объектов окружающей среды в ЛПУ проводят в соответствии с санитарными правилами по организации и проведению производственного контроля за соблюдением санитарно-гигиенических, профилактических и противоэпидемических мероприятий по разработанному плану производственного контроля, обращая особое внимание на контроль стерильности инструментов, инъекционных растворов, перевязочного и шовного материала.

10.16. Оперативный и ретроспективный анализ предусматривает изучение заболеваемости ВБИ по локализации патологического процесса, этиологии и срокам их развития.

10.17. Оперативный (текущий) анализ заболеваемости ВБИ проводят на основании данных ежедневного учета по первичным диагнозам.

10.18. В ходе оперативного анализа заболеваемости проводится оценка текущей эпидемиологической обстановки и решается вопрос о благополучии или осложнении в эпидемиологическом плане, адекватности проводимых мер или необходимости их коррекции.

10.19. Анализ заболеваемости ВБИ проводится с учетом:

• 
  сроков возникновения заболевания после операции;
• 
  места проведения операции (номер операционной);
• 
  длительности операции;
• 
  времени, прошедшего с момента поступления до операции;
• 
  продолжительности пребывания в стационаре;
• 
  профилактического применения антибиотиков;
• 
  типа чистоты операции (класса раны);
• 
  оценки тяжести состояния пациента.

10.20. Ретроспективный анализ заболеваемости ВБИ предусматривает:

• 
  анализ многолетней динамики заболеваемости с определением тенденции (рост, снижение, стабилизация) и темпов роста или снижения;
• 
  анализ годового, помесячного уровней заболеваемости;
• 
  сравнительную характеристику заболеваемости по отделениям;
• 
  изучение структуры заболеваемости по локализации патологического процесса и этиологии;
• 
  анализ оперативных вмешательств;
• 
  распределение заболеваемости по срокам клинических проявлений (во время пребывания в стационаре и после выписки);
• 
  анализ данных о формировании госпитальных штаммов;
• 
  определение удельного веса вспышечной заболеваемости в общей структуре ВБИ;
• 
  анализ летальности (по локализации патологического процесса и этиологии), уровень летальности и удельный вес умерших от ВБИ.

10.21. Ретроспективный анализ заболеваемости ВБИ у пациентов выявляет фоновый уровень заболеваемости, основные источники инфекции, ведущие факторы передачи и является основой для разработки профилактических и противоэпидемических мероприятий, адекватных конкретной эпидемиологической обстановке в данном стационаре (отделении).

10.22. Для корректного сравнения показателей частоты послеоперационных инфекционных заболеваний их расчет проводится с учетом основных факторов риска: типа операции, длительности операции, тяжести состояния пациента. Не рекомендуется сравнение абсолютного количества ВБИ, а также интенсивных показателей, рассчитанных на 100 операций без учета факторов риска.

10.23. Ретроспективный анализ заболеваемости медицинского персонала позволяет определить круг источников инфекции и провести мероприятия, направленные на ограничение их роли в заносе в лечебное учреждение и распространении ВБИ.

10.24. В зависимости от степени контаминации раны во время операции выделяют:

• 
  чистые раны (неинфицированные операционные раны без признаков

воспаления);

• 
  условно чистые раны (операционные раны, проникающие в дыхательные пути, пищеварительный тракт, половые или мочевыводящие пути при отсутствии необычного заражения);
• 
  загрязненные (контаминированные) раны (операционные раны со значительным нарушением техники стерильности или со значительной утечкой содержимого из желудочно-кишечного тракта);
• 
  грязные (инфицированные) раны (операционные раны, в которых микроорганизмы, вызвавшие послеоперационную инфекцию, присутствовали в операционном плане до начала операции).

10.25. Риск развития ВБИ для чистых ран составляет 1-5 %, для условно чистых – 3-11 %, для загрязненных – 10-17 % и для грязных – более 25-27 %.

10.26. Помимо интенсивных показателей заболеваемости рассчитывают показатели, позволяющие определить действие ряда факторов риска (стратифицированные показатели), – частоту инфекций:

Нижних дыхательных путей на 1 000 пациенто-дней искусственной вентиляции легких и структуру их (у пациентов, подвергавшихся искусственной вентиляции легких (ИВЛ);

Кровотока на 1 000 пациенто-дней сосудистых катетеризаций и структуру их (у пациентов, подвергавшихся катетеризации сосудов);

Мочевыводящих путей на 1 000 пациенто-дней уринарных катетеризаций и структуру их (у пациентов, подвергавшихся катетеризации мочевого пузыря).

10.27. В целях недопущения возникновения вспышек ВБИ важное значение придается их выявлению и учету.

10.28. Учету и регистрации подлежат заболевания и осложнения в соответствии с международной статистической классификацией болезней, травм и состояний, влияющих на здоровье, 10-го пересмотра (далее МКБ-10).

10.29. Единичные случаи локальных форм ГСИ расследует эпиде­миолог ЛПУ, который определяет, проводит и контролирует проведение профилактических и противоэпидемических мероприятий в полном объеме. При отсутствии эпидемиолога стационара расследования проводит зам. главврача ЛПУ по лечебной работе. Острые инфекционные заболевания (сальмонеллезы, дизентерии, геморрагические лихорадки, внутрибольничные ВГВ И ВГС и др.) и генерализованные формы ГСИ (сепсис, остеомиелит и др.) проводит врач эпидемиолог территориального ЦГСЭН.

10.31. Специалист, выявивший случай ВБИ, формулирует диагноз в соответствии с международной статистической классификацией болезней, травм и состояний, влияющих на здоровье, 10-го пересмотра, регистрирует в журнале учета инфекционных заболеваний.

^ Перечень регистрируемых нозологических форм
послеоперационных инфекций

Наименование заболевания	Шифр по МКБ-10
вирусные и бактериальные пневмонии	J12-J15
стрептококковая септицемия	A40
другая септицемия, в том числе:	A41
сепсис	А41.8
газовая гангрена	A48.0
бактериальный менингит, менингоэнцефалит и менингомиелит	G00, G04.2
энцефалит, миелит или энцефаломиелит неуточненный	G04.9
флебит и тромбофлебит	180
острый перитонит	K65.0
остеомиелит	M86
неудачный медицинский аборт, осложнившийся инфекцией половых путей и тазовых органов	О07.0
расхождение краев операционной раны, не классифицированное в других рубриках	T81.3
инфекция, связанная с процедурой, не классифицированная в других рубриках (серомы, инфильтраты и др.)	Т81.4
инфекция, связанная с протезом сердечного клапана, другими сердечными и сосудистыми устройствами, имплантатами и трансплантатами	Т82.6,7
инфекции, обусловленные протезным устройством, имплантатом, трансплантатом в мочеполовой системе	Т83.5,6
инфекции, обусловленные эндопротезированием, внутренним фиксирующим устройством, внутренними протезными устройствами, имплантатами, трансплантатами	Т84.5,6,7
инфекция ампутированной культи	Т87.4
инфекция и воспалительная реакция, обусловленные другими внутренними протезными устройствами, имплантатами и трансплантатами	Т85.7
инфекции, связанные с инфузией, трансфузией и лечебной инъекцией	T80.2
острый цистит	N30.0
уретральный абсцесс	N34.0
инфекции мочевыводящих путей без установленной локализации	N39.0
другие инфекционные заболевания, носительство возбудителей инфекционных заболеваний, возникшие во время пребывания в лечебной организации	обозначаются кодами по МКБ-10 соответственно нозологической форме

10.32. О каждом случае ВБИ выявленного у больного в ЛПУ направляется экстренное извещение ф. 058/у в территориальный Центр Государственного санитарно-эпидемиологического надзора, в установленном порядке.

10.33. Групповыми заболеваниями следует считать появление 3 и более случаев внутрибольничных заболеваний, связанных одним источником инфекции и общими факторами передачи. О возникновении групповых заболеваний в ЛПУ территориальный ЦГСЭН представляет внеочередное донесение в вышестоящие организации, осуществляющие государственный санитарно-эпидемиологический надзор с отражением необходимого объема информаций.

10.34. Объем противоэпидемических мероприятий в случае регистрации вспышечной ситуации определяет специалист ЦГСЭН при проведении эпидемиоло­гического расследования.

10.35. Ответственность за своевременность и полноту информации о каждом слу­чае ВБИ возлагается на руководителя лечебно-профи­лактического учреждения.